DHA单酰基甘油酯型藻油对小鼠急性酒精性肝损伤的保护作用

温扬敏, 田 力, 王小斐, 魏登枭, 何勇锦,4

(泉州医学高等专科学校基础医学部1,泉州 362000) (中国农业大学食品科学与营养工程学院2,北京 100083) (福建师范大学生命科学学院3,福州 350117) (福建师范大学工业微生物教育部工程研究中心4,福州 350117)

乙醇在肝细胞中经乙醇脱氢酶代谢产生的乙醛不仅直接影响蛋白质的功能和 DNA损伤修复,还能诱导氧化应激、脂质蓄积和炎症反应而引起不同程度的肝损伤[1]。此外,长期或一次性大量饮酒诱发的肠道菌群变化,与酒精性肝病的发展以及肝硬化密切相关[2]。一方面,酒精使肠道黏膜通透性增强,失去屏障功能;另一方面,酒精导致肠道内微生物菌群失调,使条件致病菌过度增殖,其产生的肠源性内毒素脂多糖(LPS)通过门静脉向肝转移,介导炎症反应,从而导致肝损伤[3]。酒精性肝病(ALD)是慢性肝病死亡最主要的原因之一,近年,饮酒人群比例增多,酒精性肝病发病人数增加,每年超过20万人死于酒精诱导的肝癌[4]。

二十二碳六烯酸(DHA)具有免疫调节和抗炎的特性,在非酒精性脂肪肝和肝癌等多种肝脏疾病模型中发挥保护作用[5,6],是一种有益人体健康的重要ω3 多不饱和脂肪酸(PUFA),但由于人体必需脂肪酸α-亚麻酸内源性转化为DHA的效率很低,通常需要食用富含DHA的食品如鱼油、藻油进行补充[7]。当前,市场所销售的藻油DHA产品主要以DHA三酰基甘油酯型(TAG)和DHA乙酯型(EE)为主[8]。值得注意的是,最近研究发现,与DHA三酰基甘油酯型和DHA乙酯型相比,DHA单酰基甘油酯型(MAG)更有利于机体对DHA消化吸收和生物利用率[9]。但关于DHA单酰基甘油酯型藻油对ALD的保护作用鲜有报道。

因此,本研究制备富含DHA单酰基甘油酯(DHA-MAG)型藻油,并以市场销售的DHA三酰基甘油酯(DHA-TAG)型藻油和DHA乙酯(DHA-EE)型藻油为阳性对照,研究DHA-MAG对小鼠急性酒精肝损伤的肝功能指标、脂类代谢、TLR4/NF-κB通路关键基因表达和肠道细菌的影响,以期为防治急性酒精性肝损伤开发更适合的DHA营养补充剂提供依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

昆明种雄性小鼠:5周龄,体质量(22±2)g,SPF级,许可证号SCXK(浙)2020-002。DHA三酰基甘油酯(DHA、DPA、棕榈酸质量分数分别为50%、15.5%、25%)、DHA乙酯(DHA、DPA、油酸质量分数分别为64%、16%、15%);小鼠粪便DNA提取试剂盒、反转录试剂盒、RNA提取试剂盒;HRP标记羊抗兔IgG、Toll样受体 4(TLR4)抗体、核转录因子κB (NF-κB)抗体、髓样分化因子(MyD88)抗体、β肌动蛋白(β-actin)抗体。

1.2 仪器与设备

KD-2258病理切片机,1645050电泳仪,BX53显微镜,6100 Chemi Scope Touch荧光发光成像仪,NanoDrop One微量紫外-可见光分光光度计,ABI QuantStudio 3荧光定量PCR仪,GenoSens 2100凝胶成像仪,SPECTRO Star全波长酶标仪,TEK5000P全自动血液分析仪,SCION 436-GC气相色谱仪。

1.3 方法

1.3.1 DHA-MAG的制备

称取1 kg裂殖壶藻藻油、3 kg无水乙醇、100 mL脂肪酶(CAL-A)和200 mL蒸馏水,置于15 L酶搅拌式反应器中,在35 ℃条件下反应72 h,用体积比为1∶9的无水乙醇-正己烷萃取3次,取乙醇相样品,旋蒸蒸发去除有机溶剂,获得富含DHA单酰基甘油酯型藻油样品(DHA、DPA棕榈酸质量分数分别为78%、16%、5%)[10]。

1.3.2 动物实验

研究发现,以甘油三酯型、甘油酯型(单酰甘油酯和二酯酰甘油酯)、乙酯型等不同形态存在的多不饱和脂肪酸生物利用率存在差异,其中单酰甘油酯型多不饱和脂肪酸的生物利用率最高[8,9]。目前市场所销售的藻油DHA产品主要以DHA-TAG型和DHA-EE型为主。因此,本研究选择DHA-TAG型和DHA-EE型藻油为阳性对照,研究DHA-MAG型藻油对小鼠急性酒精肝损伤的影响。将50只小鼠于温度(25±2)℃,湿度40% ～ 60%,12 h昼夜交替,自由饮水适应性饲养1周后,随机分成5组(每组10只):正常组、模型组、实验组(DHA-MAG)、阳性对照组(DHA-TAG和DHA-EE)。DHA-MAG、DHA-TAG和DHA-EE组小鼠按照DHA浓度为200 mg/kg的剂量每天分别灌胃DHA-MAG型藻油、DHA-TAG型藻油和DHA-EE型藻油,而正常组和模型组小鼠每天灌胃等体积生理盐水。连续灌胃15 d,末次给药后小鼠禁食4 h,除正常组小鼠灌胃等体积生理盐水外,其他实验组小鼠灌胃15 mg/kg的体积分数为50%乙醇溶液。经18 h处理后,先称体重,取小鼠粪便,然后乙醚麻醉小鼠,摘眼球取血,最后脱臼处死小鼠,剪取肝脏左上叶用10%甲醛固定,其余肝脏组织-80 ℃冰箱保存备用。动物实验获泉州医学高等专科学校动物伦理委员会批准(审批号:2020014)。

1.3.3 血液指标检测

丙氨酸氨基转移酶(ALT)、天冬氨酸氨基转移酶(AST)、碱性磷酸酶(ALP)、甘油三脂(TG)、总胆固醇(TC)、高密度脂蛋白(HDL)和低密度脂蛋白(LDL)采用全自动血液分析仪进行测定。

1.3.4 肝脏脂肪酸组成测定

取肝脏组织(约50 mg),加入液氮,充分研磨;随后,加10 mL溶液(V氯仿∶V甲醇∶V生理盐水=2∶1∶1)萃取3次,离心收集氯仿层样品,经分子蒸馏去除有机溶剂,称重获得粗油脂。将肝脏粗油脂甲酯化后,利用气相色谱仪分析脂肪酸组成。

1.3.5 肝脏组织形态学分析

取甲醛固定的肝脏组织,经石蜡切片和HE 染色,显微镜下观察肝组织形态。

1.3.6 肝脏组织基因mRNA表达检测

提取肝组织总RNA,经逆转录成cDNA。以β-actin为内参基因,采用RT-qPCR测定TLR4、MyD88和NF-κB的mRNA相对表达量。PCR反应条件:95 ℃ 5 min,95 ℃ 30 s、65 ℃ 30 s、72 ℃ 45 s,共40个循环,采用2-ΔΔCt法对基因的表达进行数据分析。实验设置3个重复,基因引物序列见表1。

表1 基因引物序列

1.3.7 肝脏组织基因蛋白表达检测

采用RIPA裂解法提取肝组织总蛋白,用BCA蛋白浓度试剂盒测定蛋白浓度,经10%的SDS-PAGE电泳分离后,电转至0.45 μm的 PVDF膜,经质量分数为5%脱脂奶粉封闭2 h 后,分别加入一抗MyD88(1∶1 000)、NF-κB p65(1∶1 000)、TLR4(1∶1 000)和β-actin(1∶2 500),4 ℃过夜孵育,经洗膜缓冲液(TBST)洗膜15 min后,加入二抗(1∶2 000),于37 ℃孵育2 h,加入化学发光检测试剂。上机显色,以β-actin为内参计算相对表达量。

1.3.8 粪便肠道菌分析

各实验组随机取6个小鼠的粪便样品,根据试剂盒说明书提取DNA,将浓度及纯度检测合格的 DNA 样品送杭州联川生物公司,对 16S rDNA V3～V4 区域进行高通量测序。使用扩增序列变体(ASVs)的概念构建操作分类单位(OUTs)。基于OUTs结果使用 SILVA(Release 132)以及 NT-16S 数据库做物种分类及后续分析。

1.3.9 数据处理与统计分析

2 结果与分析

2.1 DHA-MAG对ALD小鼠体重及肝功能酶活性的影响

小鼠血清ALT、AST 和ALP活性如表2所示,各实验组小鼠体重无显著差异。但是,模型组小鼠血清肝功能酶活性与正常组小鼠之间均存在显著差异(P<0.05),与正常组比较, 模型组小鼠的ALT、AST和ALP活性分别增加了112.70%、98.50%、51.21%,表明急性酒精性肝损伤小鼠建模成功。实验组和阳性对照组小鼠ALT、AST和ALP活性与模型组相比均有不同程度下降,实验组小鼠ALT、AST和ALP活性与模型组之间均存在显著差异(P<0.05),阳性对照组小鼠AST与模型组之间存在显著差异(P<0.05),而ALT和ALP与模型组之间不存在显著差异(P>0.05)。与阳性对组比较,实验组小鼠ALT、AST和ALP活性均有所下降,其中ALT活性差异显著(P<0.05)。表明DHA-MAG能改善小鼠酒精性肝损伤的肝功能。

表2 小鼠体重及血清ALT、AST 和ALP活性(n=10,¯x±SD)

2.2 DHA-MAG对ALD小鼠血清脂质水平的影响

脂质代谢异常是酒精性肝损伤发生的重要因素之一,酒精引起脂质代谢紊乱表现为血清脂质含量的变化[11]。小鼠血清TG、TC、HDL和LDL浓度如图1所示,从图1可以看出,模型组小鼠血清TG、TC、HDL和LDL等脂类代谢指数与正常组之间存在显著差异(P<0.05),其中TG、TC和LDL水平显著增加,而HDL水平显著降低。实验组小鼠TG、TC、HDL和LDL水平均与模型组差异显著(P<0.05),其中TG、TC、和LDL水平比模型组分别降低了13.99%、18.45%、19.44%,而HDL水平比模型组增加了14.57%。与模型组比较,阳性对照组小鼠TG、TC和LDL水平均有所降低,其中TG和TC水平差异显著(P<0. 05),而HDL水平显著增加(P<0.05)。与阳性对照组比较,模型组小鼠血清TG、TC、HDL和LDL水平均更接近正常组,其中实验组TG水平与DHA-TAG组差异显著(P<0.05),实验组HDL水平与DHA-EE组差异显著(P<0.05)。表明DHA-MAG对酒精性肝损伤小鼠具有降脂保肝作用。

图1 小鼠血清TG、TC、HDL和LDL浓度(n=10,¯x±SD)

2.3 DHA-MAG对ALD小鼠肝脏脂肪酸组成的影响

DHA-MAG对ALD小鼠肝脏脂肪酸组成的影响见表3,各实验组小鼠肝脏脂肪酸组成无显著差异。模型组小鼠肝脏DHA含量比正常组减少。实验组和阳性对照组小鼠DHA含量比模型组高,其中DHA-MAG处理组的小鼠肝脏DHA质量分数最高(11.58%)。

表3 小鼠肝脏脂肪酸质量分数(n=10,¯x±SD)/%

2.4 DHA-MAG对ALD小鼠肝脏形态学影响

小鼠肝脏形态学如图2所示,正常组小鼠肝小叶结构清晰完整,肝细胞索排列整齐,未发生明显病理学改变。模型组小鼠肝细胞损伤严重,核固缩,细胞间界限不清楚,出现炎性细胞浸润。与模型组比较,实验组和阳性对照组小鼠肝组织病变均有所改善,局部病变不同程度减轻,肝组织受损程度减轻。显示DHA-MAG改善了酒精诱导的小鼠肝组织损伤。

2.5 DHA-MAG对ALD小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因mRNA表达的影响

DHA对小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因mRNA表达的影响如图3所示,模型组小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因mRNA相对表达量比正常组分别增加了127.42%、145.62%、114.69%,与正常组之间差异显著(P<0. 05)。实验组与阳性对照组小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因mRNA相对表达量与比模型比较均显著下降(P<0.05)。与阳性对照组比较,实验组小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因mRNA相对表达量更接近正常组。实验组小鼠TLR4基因mRNA相对表达量与DHA-TAG组比较差异显著(P<0.05),而实验组小鼠MyD88和NF-κB基因mRNA相对表达量与DHA-EE组比较差异显著(P<0.05)

图2 小鼠肝脏形态学(HE染色,×200)

。

图3 DHA对小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因mRNA表达的影响(n=3,¯x±SD)

2.6 DHA-MAG对ALD小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因蛋白表达的影响

DHA对小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因蛋白表达的影响如图4所示。模型组小鼠TLR4、MyD88和NF-κB的蛋白相对表达量均比正常组显著增加(P<0. 05)。与模型组比较,实验组与阳性对照组小鼠TLR4、MyD88和NF-κB的蛋白相对表达量均显著降低(P<0. 05)。与阳性对照组比较,实验组小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因蛋白相对表达量更接近正常组,其中TLR4和NF-κB基因蛋白相对表达量与DHA-EE组比较差异显著(P<0. 05)。表明DHA-MAG能抑制酒精肝损伤小鼠肝组织TLR4/NF-κB信号通路相关基因的表达。

图4 DHA对小鼠TLR4、MyD88和NF-κB基因蛋白表达的影响

2.7 DHA-MAG对ALD小鼠肠道细菌的影响

2.7.1 DHA-MAG对ALD小鼠肠道细菌多样性的影响Beta多样性指不同环境群落之间的物种差异性。主成分分析(PCA)能反应不同环境群落beta多样性差异,PCA图中的距离越接近表明物种组成越相似,群落之间的物种差异性越小。从图5d可以看出,模型组小鼠肠道细菌beta多样性与正常小鼠差异显著(P=0.003,R=1.000 0),表明酒精导致小鼠肠道菌群组成结构发生显著改变。与模型组比较,DHA-MAG、DHA-TAG和DHA-EE处理组小鼠Beta多样性均差异显著(R=0.916 7,P=0.002;R=0.779 6,P=0.004;R=0.529 6,P=0.003;),表明DHA-MAG能改善酒精引起的肠道菌群改变。

DHA对小鼠肠道细菌多样性的影响如图5所示,Alpha多样性主要通过Shannon、Simpson、Chao等指数反映特定环境物种丰富度、均匀度和测序深度。与正常组比较,模型组小鼠Shannon指数和Chao指数显著减小(P<0.05),而Simpson指数显著增大(P<0.05),表明酒精引起小鼠肠道细菌alpha多样性降低。与模型组比较,实验组和阳性对照组小鼠Shannon指数和Chao指数均显著增大(P<0.05),而Simpson指数显著减小(P<0.05),表明DHA-MAG能影响酒精肝损伤小鼠肠道细菌物种丰富度和均匀度。

2.7.2 DHA-MAG对ALD小鼠肠道细菌物种相对丰度的影响

为分析DHA-MAG对ALD小鼠肠道细菌群落组成的影响,分别统计门水平和科水平肠道细菌的物种相对丰度,DHA对小鼠肠道细菌相对丰度的影响如图6所示。图6的结果显示,各组小鼠在门水平的优势菌为厚壁菌门(Firmicutes)和拟杆菌门(Bacteroidetes),其相对丰度超过80%(图6a)。与正常组比较,模型组小鼠厚壁菌门相对丰度显著减少(P<0.05),而拟杆菌门相对丰度显著增加(P<0.05)。与模型组比较,实验组和阳性对照组小鼠厚壁菌门相对丰度增加,而拟杆菌门相对丰度降低。

在科水平,各组小鼠的优势菌包括Muribaculaceae科、毛螺菌科(Lachnospiraceae)、理研菌科(Rikenellaceae)、乳杆菌科(Lactobacillaceae)、瘤胃菌科(Ruminococcaceae )等(图6b)。与正常组比较,模型组小鼠肠道Muribaculaceae科、乳杆菌科、瘤胃菌科等相对丰度比模型组显著减少(P<0.05),而螺杆菌科(Helicobacteraceae)和丹毒丝菌科(Erysipelotrichaceae)等相对丰度比模型组显著增加(P<0.05)。与模型组比较,实验组和阳性对照组小鼠Muribaculaceae科和乳杆菌科相对丰度显著增加(P<0.05),而螺杆菌科相对丰度显著减少(P<0.05)。结果还显示,实验组和阳性对照组小鼠肠道细菌在门水平和科水平比例和分布均趋于正常水平,其中实验组小鼠细菌分布比阳性对照组更接近正常组。这些结果可表明,DHA-MAG能一定程度改善酒精导致的小鼠肠道菌群紊乱。

图5 DHA对小鼠肠道细菌多样性的影响

图6 DHA对小鼠肠道细菌相对丰度的影响

3 讨论

肝脏是酒精代谢的主要场所,过量的酒精摄入导致肝组织损伤和肝细胞膜通透性增加,释放ALT、AST和ALP等进入血液,使血液中的ALT、AST和ALP显著升高,其中血清ALT和AST 是肝细胞损伤时最敏感的指标[12]。董坚等[13]证实DHA能显著降低非酒精性脂肪肝变性细胞ALT和AST含量。陶涛等[5]发现对乙酰氨基酚能诱导肝损伤小鼠血清ALT水平显著增加,而DHA则能显著降低小鼠血清ALT水平。本实验结果显示,酒精会引起小鼠血清ALT、AST和ALP显著增加,说明小鼠肝组织受到了损伤。而不同类型藻油DHA处理的小鼠血清ALT、AST和ALP均显著下降,且以DHA-MAG的处理组最接近正常水平。实验结果表明DHA-MAG能改善酒精肝损伤小鼠肝功能,且效果比DHA-TAG和DHA-EE好,其原因可能与不同形态DHA的生物利用率有关。在自然界,多不饱和脂肪酸以甘油三酯型、甘油酯型(单酰甘油酯和二酯酰甘油酯)、乙酯型和卵磷脂型等形态存在,不同形态存在的多不饱和脂肪酸生物利用率存在差异,其中以单酰甘油酯型多不饱和脂肪酸的生物利用率最高[14]。本实验结果显示,DHA-MAG处理的小鼠肝脏DHA含量最高,而DHA-EE处理的小鼠肝脏DHA含量最低。因此,关于DHA生物利用率与保肝作用关系有待进一步研究。

肝脏是脂质代谢的重要器官,在甘油三酯、胆固醇等脂质物质的生物合成以及脂质的转化与排泄等过程中发挥重要作用。酒精引起肝细胞功能受损,导致肝细胞线粒体脂肪酸β氧化障碍,血脂、脂蛋白及载脂蛋白的合成、转运、代谢等过程紊乱,使脂肪在血液和肝细胞内沉积,导致血液TG、TC和LDL的明显升高,而血液HDL显著降低[15]。ω-3多不饱和脂肪酸既能通过调节脂肪生成相关基因的表达促进脂肪分解,抑制脂肪合成[16];还可抑制极低密度脂蛋白和低密度脂蛋白的合成及受体的活性,增加高密度脂蛋白的水平及受体的活性,进而加速胆固醇排泄[17]。詹麒平等[18]研究显示,高脂高糖饮食导致小鼠血清TC、TG和LDL水平升高而HDL水平下降,高含量DHA /EPA甘油三酯能降低高脂高糖饮食小鼠血清TC、TG和LDL水平,增加血清HDL水平,有效改善高脂血症小鼠的血脂水平。本实验结果显示,DHA-MAG能显著降低酒精肝损伤小鼠血清TC、TG和LDL含量,而显著增加血清HDL含量,且DHA-MAG处理小鼠TG、TC、HDL和LDL等指标比DHA-TAG和DHA-EE处理的小鼠更接近正常水平。表明DHA-MAG对酒精性肝损伤小鼠有益于降脂保肝,且效果优于DHA-TAG和DHA-EE。

酒精诱导的肠道菌群失调是诱发ALD的主要机制之一。肝脏具有肝动脉和门静脉双重血供系统,肠道与肝脏通过门静脉系统及肠系膜淋巴结系统形成密切关系[19]。正常情况下,肠道黏膜屏障只允许少量的细菌及产物通过门静脉进入肝脏,并被肝脏快速清除。长期大量的酒精摄入引起肠道菌群紊乱,进而破坏肠道黏膜屏障,导致大量的细菌及其代谢产物通过门静脉进入肝脏,介导炎症反应从而导致肝损伤[20]。酗酒患者肠道拟杆菌门相对丰度比正常人高,酒精喂养小鼠的肠道菌群中拟杆菌门和疣微菌门数量显著增加,而厚壁菌门相对丰度减少,导致厚壁菌门和拟杆菌门的比值降低[21]。Yi等[22]研究显示,酒精肝损伤小鼠Muribaculaceae科和毛螺菌科的相对丰度比正常小鼠显著减少,而螺杆菌科和丹毒丝菌科的相对丰度比正常小鼠显著增加。Bajaj等[23]发现,酒精引起肠道丹毒丝菌科的相对丰度显著增加,而毛螺菌科和瘤胃菌科的相对丰度显著减少。本研究结果显示,酒精引起小鼠肠道细菌多样性减小,厚壁菌门的相对丰度降低而拟杆菌门相对丰度增加,Muribaculaceae科、乳杆菌科、瘤胃菌科等相对丰度减少,而螺杆菌科和丹毒丝菌科相对丰度增加,表明肠道菌群紊乱是酒精性肝病的重要特征,以肠道菌群为靶点是防治酒精性肝病的一个重要手段[24]。

Yu等[25]研究显示,DHA能改善碳青霉烯耐药革兰阴性杆菌(CRO)感染引起的小鼠肠道菌群紊乱,提高短链脂肪酸(SCFAs)浓度,调节脂肪酸代谢,改变胆汁酸谱。Hantsoo等[26]研究表明,DHA能调节由于童年逆境经历(ACE)导致孕期肠道菌群紊乱,使肠道菌群趋于正常状态。其他研究发现DHA能提高粪球菌属(Coprococcus)、罗氏菌属(Roseburia)、瘤胃菌属(Rminococcusu)和梭杆菌属(Clostridium)等产短链脂肪酸细菌[27],以及拟杆菌属(Bacteroides)、双歧杆菌属(Bifidobacterium)和乳酸杆菌属(Lactobacillus)等有益菌相对丰度[28]。本研究结果显示,DHA-MAG处理的小鼠厚壁菌门相对丰度增加,拟杆菌门相对丰度降低,Muribaculaceae科和乳杆菌科等相对丰度增加,而螺杆菌科等相对丰度减少,显示不同藻油DHA处理的小鼠肠道细菌在门水平和科水平比例和分布均趋于正常水平,其中DHA- MAG处理的小鼠细菌最接近正常组。表明DHA- MAG能使酒精肝损伤小鼠肠道细菌的群落结构趋于正常,改善酒精引起的肠道菌群紊乱。

酒精导致肠道内条件致病菌迅速繁殖并通过门静脉进入肝脏,产生肠源性内毒素LPS。LPS可与肝脏库普弗细胞的TLR4结合,通过与其偶联的MyD88蛋白启动下游信号免疫反应,激活NF-κB,导致肿瘤坏死因子(TNF-α)、白细胞介素1β(IL-1β)和白细胞介素6(IL-6)等炎症因子,趋化因子和活性氧增加,从而导致肝损伤,TLR4/NF-κB信号通路在ALD的发生和发展过程中具有重要作用[29]。沈云海等[30]研究多不饱和脂肪酸对大鼠酒精性脂肪肝炎性反应及肝纤维化的影响,结果显示,ω-3多不饱和脂肪酸能显著下调酒精性脂肪肝大鼠肝组织TLR4/NF-κB信号通路中TLR4、NF-κB、TNF-α、MCP-1和IL-1基因的mRNA水平,阻断TLR4/NF-κB信号通路,抑制大鼠酒精性脂肪肝炎性反应及肝纤维化。张赛等[31]研究表明,ω-3多不饱和脂肪酸可通过调节TLR4/NF-κB信号通路改善梗阻性黄疸大鼠炎症状况,从而达到调控炎症反应、保护肝脏的效果。其他研究发现,ω-3多不饱和脂肪酸对脂多糖引起的大鼠脑损伤、肺组织损伤的保护机制与调控TLR4/NF-κB信号通路有关[32]。本研究结果显示,酒精导致小鼠TLR4、MyD88和NF-κB的mRNA和蛋白相对表达量显著增加,而DHA-MAG处理的小鼠TLR4、MyD88和NF-κB的mRNA和蛋白相对表达量显著降低,并趋于正常水平。显示DHA-MAG能抑制酒精肝损伤小鼠肝组织TLR4/NF-κB信号通路,表明DHA-MAG对酒精性肝损伤的保护作用与调控TLR4/NF-κB信号通路有关。

4 结论

DHA-MAG能改善酒精肝损伤小鼠肝功能异常,缓解酒精引起的肝组织病理性改变,抑制酒精肝损伤小鼠肝组织TLR4/NF-κB通路,改善酒精引起的肠道菌群紊乱。实验结果表明DHA-MAG可通过调控TLR4/NF-κB通路和调节肠道菌群缓解小鼠酒精性肝损伤,且其对急性酒精性肝损伤的保护效果优于DHA-TAG和DHA-EE。