巨噬细胞在肾脏疾病发生发展中作用的研究进展

李春燕，容松

(遵义医学院附属医院，贵州遵义563000)

巨噬细胞属于单核吞噬系统，在体内同时参与先天免疫和细胞免疫。巨噬细胞不仅具有吞噬作用，还可激活多种免疫细胞，并通过释放趋化因子、氮氧化物使机体对病原体作出反应。此外，巨噬细胞还具有减轻炎症反应、促进血管再生、组织重塑及修复的作用。巨噬细胞可根据不同的微环境进行表型及功能的适应性转化，在肾脏疾病不同阶段发挥不同作用[1]。本文就不同表型巨噬细胞在肾脏疾病发生发展中的研究进展综述如下。

1 促炎型(M1型)巨噬细胞与肾脏疾病发生发展的关系

炎症反应过程中巨噬细胞通过释放大量的趋化因子和促炎细胞因子促进炎症反应，加重肾脏损伤；巨噬细胞产生的活性氧和肿瘤坏死因子α(TNF-α)可引发肾小管上皮细胞凋亡，从而加速肾损伤；M1型巨噬细胞产生的大量促进纤维化的细胞因子和生长因，子可引起异常的伤口愈合，最终导致肾纤维化。并且在急性肾损伤(AKI)后巨噬细胞发生较大的改变，变化的程度及功能类型取决于缺血的时间及损伤的严重程度。在实验研究中鼠肾缺血再灌注损伤(IRI)到肾脏恢复的模型与临床AKI类似，在损伤数小时内中性粒细胞浸润达高峰，肾脏损伤也最严重[1～3]。在IRI小鼠模型中使用1A8抗体耗损巨噬细胞后未检测到中性粒细胞的表达，表明在AKI中巨噬细胞参与肾脏的炎症反应[4]。

在横纹肌溶解所致AKI小鼠模型及IRI模型中使用氯膦酸二钠脂质体(LC)耗损肾脏中大约75%的巨噬细胞，发现减轻了急性期肾脏损伤[5，6]。Day等[5]研究显示，在小鼠IRI模型中将肾缺血时间延长至32 min后，发现血肌酐上升，但予以LC处理后血肌酐未升高，注射小鼠巨噬细胞(RAW264.7)后的血肌酐再次上升，证明巨噬细胞参与肾脏损伤。单核细胞向炎症部位迁移的主要通路是CCL2/CCR2，在趋化因子CCR2的作用下单核巨噬细胞和中性粒细胞大量涌入，抑制小鼠趋化因子CCR2表达后进行肾缺血再灌注，24 h后发现单核巨噬细胞向肾脏迁移明显减少、肾损伤减轻[7]。在另一项研究中敲除CX3Cr1同样可以防止损伤肾脏中单核细胞来源的巨噬细胞浸润[8]。表明肾脏巨噬细胞可促进肾损伤并引起肾损伤后肾功能下降。大多研究认为，激活巨噬细胞能够产生多种促炎因子如TNF-α、一氧化氮(NO)和诱生型一氧化氮合酶(iNOS)等，可加重急性期肾损伤。小鼠IRI后的24 h发现肾脏巨噬细胞中iNOS呈高表达，表明在肾脏疾病的早期主要以M1型巨噬细胞浸润为主[9]。Belliere等[10]在横纹肌溶解所致的AKI的小鼠模型的第2天，检测肾脏的巨噬细胞主要以F4/80low、CD11bhigh、Ly6bhigh、CD206low表达为主的M1型巨噬细胞，而在8 d后则主要是CD206高表达的抗炎型(M2型)巨噬细胞，表明在AKI早期M1型巨噬细胞具有致病作用。

促炎型巨噬细胞也参与慢性肾脏病的发生发展。Han等[11]在实验性抗肾小球基底膜肾炎模型中运用巨噬细胞集落刺激因子(c-fms)抑制剂，结果显示在第1、5天，肾组织中M1型巨噬细胞分泌的促炎因子(TNF-α、NOS2、MMP-12、CCL2和IL-12)表达下降，表明使用c-fms抑制剂抑制了M1型巨噬细胞浸润，并减少相关炎性因子的产生。Fujita等[12]也同样证实在抗肾小球基底膜性肾炎中M1型巨噬细胞促炎型细胞因子分泌增加。Cao等[13]通过使用c-fms抑制剂及应激活化蛋白酶抑制剂耗损/灭没巨噬细胞，阻碍了抗肾小球基底膜性新月体肾炎的发展。相比之下过继转移骨髓来源或NR8383巨噬细胞在早期加重了AKI。M1型巨噬细胞在抗肾小球基底膜肾炎小鼠模型中发挥了重要的作用。在大肠杆菌感染所致的小鼠肾盂肾炎模型中，肾脏F4/80巨噬细胞是来至肾小管的感染的感染源第1个接触位点，在该模型中发现巨噬细胞数量下降、中性粒细胞数量增加。随后F4/80Int CD11b Hi(POP2)巨噬细胞增加，分析原因可能是为F4/80巨噬细胞直接参与清除感染，在AKI中具有相似的过程，但重要的区别是，其为无菌性的损伤[14]。

2 M2型巨噬细胞与肾脏疾病发生发展的关系

IRI早期主要以M1型巨噬细胞促进炎症反应为主，随着病程进展，逐渐转换为促进修复的M2型巨噬细胞。IRI小鼠肾脏内M2型巨噬细胞的产生的原因有：调节性T细胞分泌白细胞介素10(IL-10)和转化生长因子β(TGF-β)，抑制效应性T细胞，促进抗炎型巨噬细胞产生；肾小管上皮细胞产生集落刺激因子1促进肾内巨噬细胞向M2型极化；由凋亡细胞衍生的鞘氨醇-1-磷酸盐同样也能使IRI小鼠肾内巨噬细胞向修复型极化。总之，AKI过程中巨噬细胞经历了表型的转变。Lee等[9]在IRI和单侧输尿管梗阻肾病模型中已证实M2型巨噬细胞具有抗炎、促进组织修复的作用；此外，在IRI小鼠模型第六天通过免疫荧光技术发现iNOS逐渐减少，Ⅰ型精氨酸酶(Arg-1)呈高表达。表明在AKI修复阶段巨噬细胞向M2型极化。在IRI后期损耗巨噬细胞可抑制肾小管上皮细胞的增殖延迟修复过程，而输入IL-4后M2型巨噬细胞加速肾脏的修复。以上研究结果均表明巨噬细胞参与了肾脏损伤的修复过程。Kim等[15]研究显示，在氯膦酸盐处理的小鼠体内使用M2c巨噬细胞部分逆转了纤维化的进展，转移M1型巨噬细胞并不影响纤维化；并且发现巨噬细胞从第3天的M1型为主逐渐转变成第7天的以M2型为主；第7～28天Arg-1表达逐渐增高，M2型巨噬细胞数量远超过iNOS标记的M1型巨噬细胞。表明在IRI后纤维化形成的过程中，M2型巨噬细胞发挥了更重要作用。在葡萄球菌感染的Myd88KO小鼠肾脏观察到M2型巨噬细胞参与肾脏纤维化形成[16]。此外，M2型巨噬细胞能诱导血管生成，加快内皮损伤的修复。Lin等[17]的研究表明，巨噬细胞衍生的Wnt7b信号可直接刺激上皮反应及加速干细胞或祖细胞的更新，从而促进IRI后肾脏修复。这证明抗炎型巨噬细胞可以通过产生营养因子来促进肾小管上皮细胞修复再生，减轻肾纤维化，恢复肾功能。然而，当炎症较重或炎症持续时间长时，会导致肾间质纤维化的发生。阻碍巨噬细胞由促炎型向抗炎型转变，有可能导致IRI后进行性肾脏炎症和纤维化[18]。

在横纹肌溶解所致AKI小鼠模型中，用MRI对肾脏中M2型巨噬细胞表型标记物CD163分子进行探针定位，肌肉内注射甘油促进横纹肌溶解小鼠模型肾脏内初期炎症反应与M1型巨噬细胞比例升高；后期观察到CD163表达升高，表明AKI后期M2型巨噬细胞表达增加，参与肾脏修复。在人类横纹肌溶解所致的AKI中，CD163巨噬细胞也被证明确实存在。Rubio等[19]研究表明，CD163在人类和小鼠体内横纹肌溶解所致的AKI具有重要作用，肌红蛋白促进炎症早期M1的激活以及在后期向M2型转换，血红素氧合酶1及IL-10的释放促进了CD163的表达。肌红蛋白派生的巨噬细胞可能导致纤维化过程中产生纤维介质(结缔组织生长因子、TGF-β)的分泌，促进横纹肌溶解AKI的进展。此外，使用金色涂层氧化铁纳米粒子标记CD163分子，通过MRI检测其在肾脏的表达，结果提示M2型巨噬细胞参与横纹肌溶解所致的肾损伤。CD163-接枝纳米颗粒可能有助于确定巨噬细胞亚群在其他炎性疾病中发挥的作用。

AKI时集落刺激因子1(CSF-1)主要来至于近端肾小管，其在肾小管上皮细胞以旁分泌或自分泌的方式结合其惟一受体CSF1R，并以此来调节肾小管上皮细胞应对损伤刺激。巨噬细胞CSF-1是诱导巨噬细胞极化的一个重要物质，缺乏该因子可减少M2型巨噬细胞的表达，抑制肾小管上皮细胞的增生和肾小管的修复。肾缺血再灌注及白喉毒素诱发的AKI小鼠模型中，在AKI的修复阶段CSF-1可以刺激巨噬细胞和树突细胞增殖和极化，促进巨噬细胞向M2型极化来减少功能和结构的恢复延迟，但同时也导致了肾纤维化的发生。因此，在AKI的恢复中，CSF-1是介导巨噬细胞及树突细胞极化的关键因子[20]。在尿草酸盐排泄过多小鼠模型的体内发现CSF-1可以显著增加CD11b+F4/80+CD163+CD206high标记的M2型巨噬细胞的数量来消除肾结晶[21]。Kizivat等[22]的研究也证实，在尿酸盐排泄过多的大鼠模型，喂养I-精氨酸(I-arg)可以保护肾脏细胞免受氧化损伤，并且可维持正常的草酸代谢来防止草酸钙结晶的形成，I-arg减少了肾结石形成的风险并且减少了自由基形成以及高尿酸血症，而这两个因素与肾脏结石的形成密切相关。

IL-4和IL-13具有促进巨噬细胞向M2型极化的作用，二者可激活JAK3/STAT6信号通路，这是AKI恢复的重要通路。白喉毒素所致肾损伤的大鼠模型中该受体主要表达于近端小管，可加重肾脏的纤维化。托法替尼，一种相对选择性JAK3抑制剂，均可加重肾脏损伤使肾损伤恢复延迟，并促进M1型巨噬细胞浸润，减少M2型巨噬细胞的表达。Zhang等[23]在IRI小鼠模型中同时使用白喉毒素和托法替尼，托法替尼可抑制IL-4和IL-13产生，在它们的共同干预下小鼠肾功恢复延迟并且加重肾小管间质纤维化，肾脏M1型巨噬细胞浸润增多，M2型巨噬细胞浸润减少。此外，抑制IL-4和IL-13的产生并不影响抗炎型M2c的表达，而是减少组织修复型M2a的表达。因此，IL-4和IL-13可促进巨噬细胞向M2a型极化来促进AKI的恢复。在炎症、肠道感染和自身免疫性疾病中IL-25能够促进TH2免疫反应，是一个重要的免疫调节剂。Huang等[24]的研究中调查了IL-25对肾缺血再灌注损伤的影响，在IRI小鼠模型中使用IL-25后极大改善肾功能减少肾损伤的发生。此外，在血清及肾脏组织中均发现IL-4、IL-5、IL-13表达增加，并促进了巨噬细胞向M2型极化。值得注意的是通过体外培养巨噬细胞发现，IL-25促进2型先天淋巴细胞(ILC2s)和2型多能祖细胞(MPP type2)产生大量的Th2细胞因子，诱导巨噬细胞向M2极化，并且抑制了M1型巨噬细胞的激活。最后，过继转移的ILC2s和MPP type2至IRI小鼠体内，不仅可以减少肾脏功能和组织学损伤，也能诱导肾脏中M2型巨噬细胞产生。总之，以上研究结果表明，在IRI中IL-25可以增加ILC2、MPPtype2表达来调节巨噬细胞向修复型极化来防止、减轻肾脏损伤。另一项研究发现，IL-25作为一种新发现的细胞因子，在阿霉素所致大鼠肾病模型中也可增加IL-4、IL-13的表达，促进巨噬细胞向M2型极化，以发挥肾脏保护作用[25]。

缺血/再灌注所致的肾脏损伤，神经轴突导向因子(Netrin-1)主要产生于肾小管上皮细胞，是一种抗炎分子，在急性和慢性炎性疾病中其能够针对趋化因子和NF-κB信号来抑制单核细胞迁移。Netrin-1可能具有诱导巨噬细胞向M2型极化的作用。Netrin-1转基因小鼠显示M2型巨噬细胞的数量增加与IL-13、IL-4、脾脏中Arg-1增加有关。此外，Netrin-1也可以通过过氧化物酶体增殖剂激活受体(PPAR-γ)通路促进M2型巨噬细胞表达，该通路是调节巨噬细胞极化的重要调节器。在Geng等[26]的研究中发现，旁分泌的间充质干细胞(MSCs)对AKI的肾脏有保护作用，MSCs通过增加M2型巨噬细胞数量减轻横纹肌溶解所致的肾小管损伤和肾功能下降。M1型巨噬细胞可诱导辅助T细胞因子，包括TNF-α和干扰素γ(IFN-γ)，而M2型巨噬细胞可以通过过氧化物酶诱导PPAR-γ激活。Wang等[27]研究证实，阿托伐他汀具有抗炎作用，在大鼠IRI模型中予以阿托伐他汀治疗后发现TNF-α和IFN-γ表达降低，PPAR-γ表达增加，促进M1型巨噬细胞向M2型巨噬细胞转化，以减轻缺血再灌注后肾组织的损伤，减轻肾小管的病理改变。由此可知阿托伐他汀可能通过下调IRI大鼠体内TNF-α、IFN-γ表达的同时上调PPAR-γ表达来介导巨噬细胞极化。

总之，肾损伤时巨噬细胞为了应对肾脏局部微环境改变而分化成不同的表型，不同的巨噬细胞表型在多种肾脏疾病进展及预后中分别扮演了不同的角色。在肾损伤的早期主要是M1型巨噬细胞分泌促炎细胞因子促进炎症反应及加重组织损伤；在疾病的后期M2型巨噬细胞发挥抑制炎症反应、促进组织修复及纤维化形成的作用。通过调节巨噬细胞的表型、功能、聚集、激活以促进肾脏损伤的内源性修复可能是肾脏疾病潜在的治疗靶点。

[1] Ysebaert DK, De Greef KE, Vercauteren SR, et al. Identification and kinetics of leukocytes after severe ischemia/reperfusion renal injury[J]. Nephrol Dial Transplant, 2000,15(10):1562-1574.

[2] Kluth DC, Erwig LP, Rees AJ. Multiple facets of macrophages in renal injury[J]. Kidney Int, 2004,66(2):542-557.

[3] Anders HJ, Ryu M. Renal microenvironments and macrophage phenotypes determine progression or resolution of renal inflammation and fibrosis[J]. Kidney Int, 2011,80(9):915-925.

[4] Daley JM, Thomay AA, Connolly MD, et al. Use of Ly6G-specific monoclonal antibody to deplete neutrophils in mice[J]. J Leukoc Biol, 2008,83(1):64-70.

[5] Day YJ, Huang L, Ye H, et al. Renal ischemia-reperfusion injury and adenosine 2A receptor-mediated tissue protection: role of macrophages[J]. Am J Physiol Renal Physiol, 2005,288(4):F722-F731.

[6] Ferenbach DA, Sheldrake TA, Dhaliwal K, et al. Macrophage/monocyte depletion by clodronate, but not diphtheria toxin, improves renal ischemia/reperfusion injury in mice[J]. Kidney Int, 2012,82(8):928-933.

[7] Bose S, Cho J. role of chemokine CCL2 and its receptor CCR2 in neurodegenerative diseases[J]. Arch Pharm Res, 2013,36(9):1039-1050.

[8] Li L, Huang L, Sung SS, et al. The chemokine receptors CCR2 and CX3CR1 mediate monocyte/macrophage trafficking in kidney ischemia-reperfusion injury[J]. Kidney Int, 2008,74(12):1526-1537.

[9] Lee S, Huen S, Nishio H, et al. Distinct macrophage phenotypes contribute to kidney injury and repair[J]. J Am Soc Nephrol, 2011,22(2):317-326.

[10] Belliere J, Casemayou A, Ducasse L, et al. Specific macrophage subtypes influence the progression of rhabdmyolysis-induced kidney injury[J]. J Am Soc Nephrol, 2015,26(6):1363-1377.

[11] Han Y, MaF Y, Tesch GH, et al. c-fms blockade reverses glomerular macrophage infiltration and Halts development of crescentic anti-GBM glomerulonephritis in the rat[J]. Lab Invest, 2011,91(7):978-911.

[12] Fujita E, Shimizu A, Masuda Y, et al. Statin attenuates experimental anti-glomerular basement membrane glomerulonephritis together with the augmentation of alternatively activated macrophages[J]. Am J Pathol, 2010,177(3):1143-1154.

[13] Cao Q, Wang Y, Harris DC. Pathogenic and protective role of macrophages in kidney disease[J]. Am J Physiol Renal Physiol, 2013, 305(1):F3-F11.

[14] Tittel AP, Heuser C, Ohliger C, et al. Kidney dendritic cells induce innate immunity against bacterial pyelonephritis[J]. J Am Soc Nephrol, 2011,22(8):1435-1441.

[15] Kim MG, Kim SC, Ko YS, et al. The role of M2 macrophages in the progression of chronic kidney disease following acute kidney injury[J]. PLoS One, 2015,10(12):e0143961.

[16] Hanke ML, Angle A, Kielian T. MyD88-dependent signaling influences fibrosis and alternative macrophage activation during Staphylococcus aureus biofilm infection[J]. PLoS One, 2012,7(8):e42476.

[17] Lin SL, Li B, Rao S, et al. Macrophage Wnt7b is critical for kidney repair and regeneration[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2010,107(7):4194-4199.

[18] Lech M, Grobmayr R, Ryu M, et al. Macrophage phenotype controls long-term AKI outcomes-kidney regeneration versus atrophy[J]. J Am Soc Nephrol, 2014,25(2):292-304.

[19] Rubio-Navarro A, Carril M, Padro D, et al. CD163-macrophages A are involved in Rhabdomyoiysis- induced kidney injury and May be detected by MRI with targeted gold-coated iron oxide nanoparticles[J]. Theraostics, 2016,6(6):896-914.

[20] Zhang MZ, Yao B, Yang S, et al. CSF-1 signaling mediates recovery from acute kidney injury[J]. J Clin Invest, 2012,122(12):4519-4532.

[21] Taguchi K, Okada A, Kitamura H, et al. Colony-stimulating factor-1 signaling suppresses renal crystal formation[J]. J Am Soc Nephrol, 2014,25(8):1680-1697.

[23] Zhang MZ, Wang X, Wang Y, et al. Il-4/Il-13-mediated polarization of renal macrophages/dendritic cells to an M2a phenotype is essential for recovery from acute kidney injury[J]. Kidney Int, 2017,91(2):375-386.

[24] Huang Q, Niu Z, Tan J, et al. IL-25 elicits innate lymphoid cells and multipotent progenitor type 2 cells that reduce renal ischemic/reperfusion injury[J]. J Am Soc Nephrol, 2015,26(9):2199-2211.

[25] Cao Q, Wang C, Zheng D, et al. IL-25 induces M2 macrophages and reduces renal injury in proteinuric kidney disease[J]. J Am Soc Nephrol, 2011,22(7):1229-1239.

[26] Geng Y, Zhang L, Fu B, et al. Mesenchymal stem cells ameliorate rhabdomyolysis-induced acute kidney injury via the activation of M2 macrophages[J]. Stem Cell Res Ther, 2014,5(3):80.

[27] Wang Q, Su YY, Li YQ, et al. Atorvastatin alleviates renal ischemia-reperfusion injury in rat by promoting M1-M2 transition[J]. Mol Med Rep, 2017,15(2)798-804.