小胶质细胞在多发性硬化中的两面性作用

吴鉴今

第二军医大学研究生管理大队临床一队 上海 200433

1 MS

MS是一种以炎症性脱髓鞘和神经变性为主的CNS疾病。临床症状主要包括视觉丧失、眼运动障碍、痉挛、共济失调和膀胱功能障碍等[1]。EAE是研究 MS的动物模型。MS/EAE的病理学特点是CNS白质炎症性多发性脱髓鞘病变伴轴突变性,导致慢性多发性硬化斑块形成。该病确切发病机制未明,目前存在很多假说:如免疫启始疾病假说(immune initiated disease hypothesis)、神经起始疾病假说(neural initiated disease hypothesis)[2]、星形胶质细胞免疫抑制假说(astrocytes immunosuppressive hypothesis)[3]等。主流的免疫启始疾病假说认为,MS/EAE是自身反应性T细胞引起CNS炎症级联反应导致的神经组织损伤。Th0分化而来的Th1和Th7是自身反应性T细胞的一种,可通过分泌干扰素-γ(IFN-γ)和肿瘤坏死因子-α(TNF-α)等细胞因子分别激活小胶质细胞和炎症反应。所有假说中,小胶质细胞在MS/EAE发病中都起到重要作用。

2 小胶质细胞

小胶质细胞是CNS主要免疫效应细胞,尽管确切功能未完全阐明,但目前普遍认为小胶质细胞同时具有神经毒性和神经保护作用。Raivich等观察到小胶质细胞在体外激活后,同时在形态和表型上接近外周巨噬细胞[4]。活化的小胶质细胞通过T LR识别并结合病原相关分子模式(pathogenassociated molecular patterns,PAMPs)启动胞内信号转导,促进M HCⅠ、MHCⅡ、B7-1、B7-2和 CD40的表达以及TNF-α、IL-1、IL-6、IL-12、IL-18的分泌[5]。不同 PAMP对TLR的刺激作用会使小胶质细胞分别向抗原提呈细胞(antigen presenting cell,APC)或巨噬细胞亚型分化[6]。APC亚型的小胶质细胞可分泌TNF-α和IL-6等促炎细胞因子并上调细胞表面活性标志物,而巨噬细胞亚型的小胶质细胞可分泌IL-4和IL-10等抗炎细胞因子并表现出较高细胞吞噬能力。

3 小胶质细胞产物在MS/EAE中的作用

活化的小胶质细胞可产生多种效应分子,这些产物在MS/EAE发病过程中起到重要神经毒性或神经保护作用。

3.1 IFN-γ与MS/EAE

3.1.1 IFN-γ在MS/EAE中的神经毒性作用:IFN-γ通过正反馈回路(positive feedback loop)活化小胶质细胞,导致CNS炎症呈指数样增加。活化的CD4+T细胞产生IFN-γ, IFN-γ随即活化小胶质细胞并使之对Th0行使抗原提呈作用。此外,活化的小胶质细胞分泌IL-12、IL-18、IL-23和IL-27,促进初始Th0向Th1分化。成熟的CD4+T细胞又产生IFN-γ活化小胶质细胞。此外,IFN-γ还可刺激小胶质细胞分泌大量细胞因子和趋化因子。

3.1.2 IFN-γ在MS/EAE中的神经保护作用:近年来Takeuchi等发现IFN-γ可通过负反馈回路(negative feedback loop)单独促进小胶质细胞凋亡,从而发挥CNS抗炎作用。他们发现IFN-γ可促使小胶质细胞发生活化诱导的细胞死亡(activation-induced cell death),这与促凋亡蛋白(proapoptosis proteins)的上调表达有关。他们认为凋亡的根本原因是促凋亡蛋白表达量高于抑制凋亡蛋白(anti-apoptosis proteins)[7]。

由此可见,IFN-γ在脱髓鞘病变中既发挥促炎作用,也具有抗炎作用,这可能与IFN-γ的剂量有关。而IFN-γ正、负反馈回路理论也可用来解释MS病情反复恶化—缓和的发病机制。

3.2 TNF-α与MS/EAE

3.2.1 TNF-α在MS/EAE中的神经毒性作用:TNF-α在CNS的促炎作用是在将EAE过继转移至缺乏TNF受体-1 (TNF receptor-1,TNFR-1)的小鼠研究中发现的。Gimenez等发现,尽管在TNFR-1足量和缺乏的小鼠中均有等量致脑炎T细胞(encephalitogenic T cells),但在TNFR-1缺乏的小鼠中致脑炎 T细胞进入CNS受阻。从而证明 TNF-α与TNFR-1结合有利于T细胞透过血脑屏障,在中枢神经系统炎症反应中起促进作用[8]。TNF-α还可促进小胶质细胞释放大量谷氨酸,通过谷氨酸的兴奋性毒性作用损伤CNS神经细胞[9]。少突胶质细胞对谷氨酸的摄取作用被认为在炎症反应中起到神经保护作用,Pitt等发现,TNF-α在体外会下调少突胶质细胞上的谷氨酸转运子,从而抑制神经保护作用[10]。可见,TNF-α主要通过促炎作用和诱导谷氨酸的兴奋性毒性作用对损害CNS神经细胞。

3.2.2 TNF-α在MS/EAE中的神经保护作用:研究显示, TNF-α缺乏的小鼠髓鞘再生作用明显放缓。受损神经细胞修复上的障碍,与少突胶质前体细胞减少引起的成熟少突胶质细胞减少有关。Arnett等通过对TNFR-1缺乏或TNFR-2缺乏的小鼠进行研究,证明TNF-α通过与TNFR-2受体结合促进少突胶质前体细胞的聚集和增殖,从而发挥神经保护作用。该神经保护作用很可能与钾电流降低和抗凋亡磷酸肌醇3-激酶/Akt激酶通路(anti-apoptotic phosphoinositide 3-kinase/Akt kinase pathway)激活有关[11]。他们还发现, MHC-Ⅱ阻断的小鼠表现出髓鞘再生明显放慢,而MHC-Ⅰ阻断的小鼠则无变化。这显示由T NF-α诱导的MHC-Ⅱ在髓鞘再生中起着积极作用[12]。

3.3 白介素(interleukin,IL)与MS/EAE

3.3.1 IL-6、IL-1β、IL-23、IL-12和IL-17在MS/EAE中的神经毒性作用:通过分泌IL-6、IL-1β、IL-23、IL-12等细胞因子,小胶质细胞可促进Th0向Th1或Th17分化,而Th1和Th17均参与MS/EAE发病。Kroenke等将Th1或Th17过继转移至小鼠后,均引起临床评分相似的严重EAE[13]。IL-12可促进Th0向Th1分化,而IL-6、IL-1β和IL-23在Th0向Th17分化过程中起到关键作用。主要由 Th1分泌的IFN-γ,还可刺激小胶质细胞分泌IL-23。而IL-23对EAE中Th17细胞增殖和炎症作用有重要促进作用[14]。

IL-17是MS/EAE发病中又一重要促炎细胞因子。由小胶质细胞自分泌形式产生的IL-17[15],与其包膜上表达的IL-17R结合,可促进该细胞分泌单核细胞炎症蛋白-2(monocyte inflammatory protein-2,MIP-2)。活化的小胶质细胞也可表达IL-23受体(IL-23R),IFN-γ可剂量依赖性协同IL-23诱导小胶质细胞分泌巨噬细胞趋化蛋白-1(macrophage chemotactic protein-1,MCP-1)、RANTES和干扰素诱导蛋白-10(IP-10)等趋化因子[16]。以上研究结果表明,IL-17和IL-23通过结合小胶质细胞上相应受体,可促进小胶质细胞分泌趋化因子进而增强MS/EAE中炎症反应。

3.3.2 IL-4在MS/EAE中的神经保护作用:Butovsky等发现抗炎细胞因子IL-4,对高剂量IFN-γ产生的神经破坏性起拮抗作用。在体外,IL-4可对抗由高浓度IFN-γ引起的小胶质细胞对少突胶质细胞形成的抑制作用。在体内,注射IL-4的实验组动物较对照组少突胶质细胞形成明显增强,神经细胞损伤明显减少。这与IL-4能促进小胶质细胞分泌低量IFN-γ和下调TNF-α表达有关[17]。

3.4 前列腺素类化合物与M S/EAE 前列腺素类化合物通过环氧化酶(cyclooxygenase,COX)通路合成,它们中的一部分具有神经毒性作用,可导致脱髓鞘病变;另一部分因其抗炎活性而具有神经保护作用。

3.4.1 COX-2通路合成的前列腺素类化合物在MS/EAE中的神经毒性作用:小胶质细胞在EAE的发病中与COX-2的免疫反应性有关[18]。Mirjany等发现,COX-2可启动PGD2、PGE2、PGF2α和血栓素A2(thromboxane A2,TxA2)等多种前列腺素(prostaglandins,PGs)的合成。该PGs直接作用于神经元后,可增加神经元对谷氨酸的敏感性,从而提高谷氨酸的兴奋性毒性作用。他们还发现,这些PGs还可抑制星形胶质细胞摄取胞外基质中的谷氨酸并促进谷氨酸外排[19]。

3.4.2 环戊烯酮前列腺素(cyclopentenone PGs,cPGs)和PGE2在MS/EAE中的神经保护作用:cPGs主要包括PGA1,PGA2和PGJ2,它们通过抑制编码促炎因子TNF-α、iNOS、COX-2基因的激活发挥CNS抗炎作用。Storer等发现,小鼠小胶质细胞接受促炎因子LPS或IFN-γ和TNF-α的共同刺激后,PGA2和d15-PGJ2仍可抑制NO的产生[20]。进一步研究发现,这两种cPGs还可抑制TNF-α、IL-1β、IL-6等促炎细胞因子和MCP-1等促炎趋化因子的表达。

PGE2具有良好的抗炎神经保护作用。它不但可抑制巨噬细胞功能、下调Th1细胞应答,还可抑制小胶质细胞产生促炎细胞因子和NO,并可抑制小胶质细胞表面表达M HC-Ⅱ[21]。Belmira等发现,EP2作为PGE2的一种亚型,可通过与EP2受体在布他前列素活化作用下发生的明显结合作用,抑制神经毒性基因表达[22]。

4 小胶质细胞在MS/EAE中的神经保护作用

如前文所述,尽管小胶质细胞可通过分泌多种产物在MS/EAE中引起脱髓鞘、轴突变性等神经毒性作用。但其亦从以下三方面在MS/EAE中表现出神经保护作用:(1)产生神经保护性产物。(2)促进对髓磷脂碎片的清除作用。(3)招募干细胞和促进神经形成作用。

图1 小胶质细胞在MS/EAE中的神经保护作用

4.1 小胶质细胞产生神经保护性产物 前文已述,小胶质细胞产生的IFN-γ、IL-4、cPGs、PGE2等因子具有神经保护作用,故不再赘述。

4.2 小胶质细胞促进对髓磷脂碎片的清除作用 MS/EAE的病变部位可聚集大量变性神经细胞产生的髓磷脂碎片,这些碎片中包含的Nogo A蛋白对轴突再生具有抑制作用[23]。髓样细胞受体-2(myeloidcells-2,TREM2)在介导小胶质细胞对髓磷脂碎片的清除上发挥重要作用。Piccio等发现TREM2在发生EAE小鼠的小胶质细胞上高表达,并且通过抗体介导的方法阻断TREM2后小鼠EAE明显加重[24]。由于未找到TREM2的配体,故作用机制仍然未明。Takahashi等发现,通过静脉内移植髓样前体细胞可以使小胶质细胞表达TREM2程度提高,从而促进髓磷脂碎片的清除和轴突再生[25]。

4.3 小胶质细胞招募干细胞和促进神经形成作用 成人神经干细胞(neural stem cells)和神经祖细胞(neural progenitor cells)平时处于相对静止状态,具有自我更新和分化为神经元或胶质细胞的潜力。Thored等通过对卒中动物模型的研究,发现卒中后大量表达胰岛素样生长因子-1(insulin-like growth factor-1,IGF-1)的小胶质细胞具有减缓神经细胞凋亡,促进神经干细胞增生、迁移和分化的能力[26]。此外,Choi的研究结果表明,小胶质细胞可通过表达早老素-1(presenilin 1,PS1)促进神经元前体细胞(neural precursor cells, NPCs)在海马区的神经形成、富集诱导增殖(enrichment-induced proliferation)和神经谱系定型(neuronal lineage commitment)[27]。该研究结果显示小胶质细胞在调节NPC功能上也发挥重要作用。

5 总结和展望

尽管小胶质细胞在MS/EAE中的具体作用机制尚未明,但目前基本认为小胶质细胞可通过产生促炎产物发挥神经毒性作用;亦可通过产生抗炎产物、促进对髓磷脂碎片的清除以及招募干细胞和促进神经形成三方面发挥神经保护作用。本文较其他相关文章的创新之处在于辩证地介绍了小胶质细胞在小胶质细胞的两面性作用。

进一步研究小胶质细胞在MS/EAE中的作用机制不但有助于彻底了解MS/EAE的发病机制,更有助于进MS新药的开发。未来理想MS药物应在抑制小胶质细胞促炎作用的同时,促进其抗炎、神经营养等神经保护功能。相信随着研究的不断深入,对MS的治疗终会得到满意的进步。

[1] Compston A,Coles A.Multiple sclerosis[J].Lancet,2002, 35:1 221-1 231.

[2] Prat A,Antel J.Pathogenesis of multiple sclerosis[J].Cur Opin Neurol,2005,18:225-230.

[3] De K,Zeinstra E,Frohman E.Are astrocytes central players in the pathophysiology of multiple sclerosis?[J].Arch Neurol,2003,60:132-136.

[4] Raivich G,Banati R.Brain microglia and blood-derived macrophages:molecular profiles and functional roles in multiple sclerosis and animal models of autoimmune demyelinating disease [J].Brain Res Rev,2004,(46):261-281.

[5] Aloisi F.Immune function of microglia[J].Glia,2001,36: 165-179.

[6] Town T,Nikolic V,Tan J.The microglial"activation"continuum:from innate to adaptive responses[J].J Neuroinflamm,2005,2:24.

[7] Takeuchi H,Wang J,Kawanokuchi J.Interferon-gamma induces microglial-activation-induced cell death:a hypothetical mechanism of relapse and remission in multiple sclerosis[J]. Neurobiol Dis,2007,22:33-39.

[8] Gimenez M,Sim J,Archambault A.A tumor necrosis factor receptor 1-dependent conversation between central nervous system-specific T cells and the central nervous system is required for inflammatory infiltration of the spinal cord[J].Am J Pathol,2007,(168):1 200-1 209.

[9] Takeuchi H,Wang J,Kawanokuchi J.Interferon-gamma induces microglial-activation-induced cell death:a hypothetical mechanism of relapse and remission in multiple sclerosis[J]. Neurobiol,2006,22:33-39.

[10] Pitt D,Nagelmeier I,Wilson H.Glutamate uptake by oligodendrocytes-Implications for excitotoxicity in multiple sclerosis[J].Neurology,2008,61:1 113-1 120.

[11] Diem R,Meyer R,Weishaupt J.Reduction of potassiumcurrents and phosphatidylinositol 3-kinase-dependent AKT phosphory lation by tumor necrosis factor-(alpha)rescues axotomized retinal gang lion cells from retrograde cell death in vivo [J].J Neurosci,2009,21:2 058-2 066.

[12] Henderson,Barnett M,Parratt J.Multiple sclerosis:distribution of in?ammatory cells in newly fo rming lesions[J]. Ann Neurol,2009:739-753.

[13] Kroenke M,Carlson T,Andjelkovic A.IL-12 and IL-23 modulated T cells induce distinct types of EAE based on histology CNS chemokine profile and response to cytokine inhibition[J].J Exp Med,2008,(7):1 535-1 541.

[14] M cGeachy M,Jensen K,Chen Y.TGF-beta and IL-6 drive the production of IL-17 and IL-10 by T cells and restrain TH-17 cell mediated pathology[J].Nat Immunol,2007,(12):1 390-1 397.

[15] Kawanokuchi J,Shimizu K,Nitta A.Production and function of IL-17 in microglia[J].J Neuroimmunol,2008,(1/2):54-61.

[16] Sonobe Y,Liang J,Jin S.Microglia express a functional receptor for interleukin-23[J].Biochem Biophys Res Commun, 2008,(1):129-133.

[17] Butovsky O,Landa G,Kunis G.Induction and blockage of oligodendrogenesis by differently activated microglia in an animal model of multiple sclerosis[J].J Clin Invest,2009, (116):905-915.

[18] Aloisi F,Serafini B,Adorini L.Glia-T cell dialogue[J].J. Neuroimmunol,2000,(107):111-117.

[19] Mirjany M,Ho L,Pasinetti G.Role of cyclooxygenase-2 in neuronal cell cycle activity and glutamate-mediated ex citotoxicity[J].J Pharmacol Ex p.T her,2002,(301):494-500.

[20] Storer P,Xu J,Chavis J,et al.Cyclopentenone prostag landins PGA(2)and 15-deoxy-Delta(12,14)PGJ(2)suppress activation of murine microglia and astrocy tes:implications for multiple sclerosis[J].J Neurosci Res,2005(80):66-74.

[21] Kerry M.Prostaglandin E2 synthases in neurologic homeostasis and disease[J].Prostaglandins&other Lipid Mediators, 2010,(91):113-117.

[22] Belmira L,Silveira A,Costa.T he localization of PGE2 receptor subtypes in rat retinal cultures and the neuroprotective effect of the EP2 ag onist butaprost[J].Neurochemistry International,2009,55:199-207.

[23] David S,Lacroix S.M olecular approaches to spinal cord repair[J].Annu Rev Neurosci,2003,26:411-440.

[24] Isabella N,Harald N.P rotective effects of microglia in multiple sclerosis[J].Experimental Neurology,2010,225:24-28.

[25] Piccio L,Buonsanti C,Mariani M,et al.Blockade of TREM-2 ex acerbates experimental autoimmune encephalomyelitis [J].Eur J Immunol,2007,37:1 290-1 301.

[26] Takahashi K,Prinz M,Stagi M.TREM2-transduced myeloid precursors mediate nervous tissue debris clearance and facilitate recovery in an animal model of multiple sclerosis[J].Plos M ed,2007,4:e124.

[27] Thored P,Heldmann U,Gomes W.Long-term accumulation of microglia with proneurogenic phenotype concomitant with persistent neurogenesis in adult subventricular zone after stroke[J].Glia,2009,57:835-849.

[28] Choi S,Veerarag havalu K,Lazarov O.Non-cell-autonomous effects of presenilin 1 variants on enrichment-mediated hippocampal progenitor cell proliferation and differentiation[J]. Neuron,2008,59:568-580.